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貼壁

上皮細胞樣

細胞傳代

18.細胞傳代的方法都有哪些?

根據不同的細胞采取不同的方法。貼壁生長的細胞用消化法傳代;部分貼壁生長的細胞用直接吹打即可傳代;懸浮生長的細胞可以采用直接吹打或離心分離后傳代,或用自然沉降法吸除上清后,再吹打。

19.原代培養的傳代應注意的問題?

細胞沒有生長到足以覆蓋瓶底壁的大部分表面以前,不要急于傳代;原代培養時細胞多為混雜生長,不同的細胞有不同的消化時間,因此要根據需要注意觀察及時處理,并根據不同細胞對胰蛋白酶的耐受時間而分離和純化所需要的細胞;

吹打細胞時動作要輕巧盡可能減少對細胞的損傷;傳代時細胞接種數量要多一些,使細胞能盡快適應新環境而利于細胞生存和增值;隨消化分離而脫落的組織塊也可一并傳入新的培養瓶。

20.使用胰蛋白酶時加入EDTA的目的?應如何處理?

EDTA作用較胰蛋白酶緩和,主要作用在于能從組織生存環境中吸取Ca2+、Mg2+,這些離子是維持組織完整的重要因素。但EDTA單獨使用不能使細胞*分散,因而常與胰蛋白酶按不同比例混合使用,效果較好。常用比例為1:1或者2份EDTA:1份胰蛋白酶。EDTA的工作液濃度為0.02%,用不含Ca2+、Mg2+的BSS配置。如果使用EDTA,在終止消化前,需用緩沖液將消化液清除后才能加培養液。第一次開瓶后應立即少量分裝于無菌試管中,保存于 –20 ℃,避免反復冷凍解凍造成胰蛋白酶的活性降低,并可減少污染的機會。

21.欲將一般動物細胞離心下來,其離心速率應為多少轉速?

欲回收動物細胞,其離心速率一般為800~1000 rpm,5~10 分鐘,過高的轉速,將造成細胞死亡。

22.細胞的接種密度為何?

依照細胞株基本數據上的接種密度或稀釋分盤的比例接種即可。細胞數太少或稀釋的太多亦是造成細胞無法生長的重要原因之一。

23.細胞交叉污染的可能原因?

多種細胞系進行維持傳代操作時,各細胞系所需的器材和溶液沒有嚴格分開,往往會使一種細胞被另一種細胞污染。

細胞凍存

24.冷凍培養基為什么要加DMSO?

因為細胞在不加任何保護劑的情況下直接凍存時,細胞內外的水分都會很快形成冰晶,冰晶的形成將造成細胞損傷,還可引起細胞的的死亡。目前多采用甘油和DMSO做保護劑。這兩種細胞無明顯毒性,分子量小,溶解度大,易穿透細胞,可以使冰點下降,提高包膜對水的通透性。

25.DMSO 的等級和無菌過濾的方式為何?

冷凍保存使用的 DMSO 等級,必須為 Tissue culture grade 的 DMSO,其本身即為無菌狀況,第一次開瓶后應立即少量分裝于無菌試管中,保存于 4 ℃,避免反復冷凍解凍造成 DMSO 的裂解而釋出有害物質,并可減少污染的機會。若要過濾 DMSO,則須使用耐 DMSO 的 Nylon 材質濾膜。

26.欲冷凍保存時,細胞冷凍管內應有多少細胞濃度?

冷凍管內細胞數目一般為 1x106 cells/ml vial,融合瘤細胞則以 5x106 cells/ml vial 為宜。

27.冷凍保存細胞的方法?

冷凍保存方法一:冷凍管置于 4 ℃ 30~60 分鐘 →-20 ℃ 30 分鐘 → -80 ℃ 16~18 小時(或隔夜) → 液氮槽 vapor phase 長期儲存。

冷凍保存方法二:冷凍管置于已設定程序的可程序降溫機中每分鐘降 1~3 ℃ 至 –80 ℃ 以下, 再放入液氮槽 vapor phase 長期儲存。–20 ℃ 不可超過 1 小時,以防止冰晶過大,造成細胞大量死亡,亦可跳過此步驟直接放入 –80 ℃ 冰箱中,存活率稍微降低一些。

28.細胞凍存太多會不會浪費?

每一種細胞系都應有充足的凍存儲備,防止由于細胞污染等因素造成的細胞系的絕種,而且每一批次培養的細胞狀態都不同,應該挑選幾個狀態較好的批次凍存保種。另外二倍體細胞等有限細胞系如果暫時不用最好凍存以免傳代太多,造成細胞衰老或者發生改變。

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01冷凍管應如何解凍?
取出冷凍管后,須立即放入37 °C水槽中快速解凍,輕搖冷凍管使其在1分鐘內全部融化,并注意水面不可超過冷凍管蓋沿,否則易發生污染情形。另冷凍管由液氮桶中取出解凍時,必須注意安全,預防冷凍管之爆裂。

注:操作時戴好手套,防止凍傷;帶上防護眼鏡可以防止液氮罐里剛剛拿出來的管子液氮爆炸……

復蘇過程應快融,目的是防止小冰晶形成大冰晶,即冰晶的重結晶。凍存細胞從液氮中取出后,立即放入37℃水浴中,輕輕搖動冷凍管,使其在1 分鐘內全部融化(不要超過3 分鐘)。解凍后的細胞可以直接接種到含有*培養液的細胞培養瓶中直接進行培養,24小時后再用新鮮*培養液替換舊培養液,以去除DMSO。如果細胞對冷凍保護劑特別敏感,解凍后的細胞應先通過離心去除冷凍保護劑,然后再接種到含*生長培養液的培養瓶中。

02細胞冷凍管解凍培養時,是否應馬上去除DMSO?

除少數特別注明對DMSO敏感之細胞外,絕大部分細胞株(包括懸浮性細胞),在解凍之后,可直接放入10-15ml新鮮培養基,待隔天再置換新鮮培養基以去除DMSO即可,如此可避免大部分解凍后細胞無法生長或貼附之問題。

03細胞培養時能否更換培養基種類?
首先得確定現在用的培養基是否適合您的細胞生長。細胞培養過程中,細胞增殖和形態正常的情況下最好不要更換培養基,細胞都有各自適應的培養基,更換培養條件,細胞可能無法快速適應,導致細胞死亡。若必須更換,可嘗試半換,讓細胞逐漸適應新的培養基。

更換培養基的方法:如果是貼壁生長的細胞, 一般可以直接把培養液吸掉, 再加入新的。加的時候注意不要對著長細胞的那一面。如果是懸浮型的, 就需要低速離心 (把所有的細胞和培養液轉移到離心管里, 或有些離心機配有直接離心細胞培養皿的裝置), 然后再吸掉上清液。加入新的培養液使細胞重新懸浮。

04細胞培養時能否更換胎牛血清?
首先要確定更換胎牛血清的理由,如果細胞培養無異常的話,不建議隨意更換不同品牌和來源的胎牛血清。血清是細胞培養上一個極為重要的營養來源,所以血清的來源(血源地)和品質對于細胞的生長會產生極大的影響。來自不同地域和等級的血清,在一些物質或分子的量或內容物上都有所不同,血清使用錯誤常會造成細胞死亡。如果是使用的胎牛血清出現了問題,比如保存不當或操作不當導致血清成分析出、混濁、污染等情況,可以優先更換同品牌、等級、批次的血清。如果是產品質量問題更換血清品牌的話,需要用一批細胞進行預實驗才行,以保證細胞能夠正常培養。另外大家在購買胎牛血清的時候要選擇正規來源,非正規來源的胎牛血清有很多安全隱患,對實驗室、操作人員、細胞培養、實驗數據都有很大的影響。
05培養細胞時應使用多少濃度的二氧化碳?
一般培養基中大都使用HCO3-/CO32-/H+作為pH的緩沖系統,而培養基中NaHCO3的含量將決定細胞培養時應使用的CO2濃度。當培養基中NaHCO3含量為每公升3.7 g時,細胞培養時應使用10%CO2;當培養基中NaHCO3為每公升1.5 g時,則應使用5% CO2培養細胞。

06一般在拿到細胞后,應該注意什么?

收到細胞后先不要開蓋,放在培養箱靜置若干小時后(看細胞密度而定)在倒置顯微鏡下觀察細胞生長情況,并對細胞進行不同倍數拍照(建議對收細胞時的培養基拍一張照片,觀察培養基的顏色和是否有漏液情況,顯微鏡下拍細胞100X,200X各一張),排除細胞本身污染的情況;收到細胞未開封,出現污染狀況一般可以再申請免費發送一株細胞。

收到細胞時如無異常情況,請在顯微鏡下觀察細胞密度,如為貼壁細胞,未超過80%匯合度時,將培養瓶中培養液吸出,留下10ml培養液繼續培養;超過80%匯合度時,請按細胞培養條件傳代培養。如為懸浮細胞,吸出培養液、1000轉/分鐘離心2分鐘,吸出上清,管底細胞用新鮮培養基懸浮細胞后移回培養瓶。

細胞消化液建議使用PBS配制,慎用Hanks液配制。



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